Mikroçoğaltım (micropropagation), küçük bir bitki dokusu veya sürgün parçasının steril ve kontrollü in vitro koşullarda çoğaltılarak çok sayıda yeni bitkicik elde edilmesini sağlayan bitki doku kültürü yöntemidir. Bu çalışma, süs bitkisi olarak değer gören Alocasia zebrina için mikro sürgün ucu eksplantlarından başlayan dört temel aşamayı optimize etmektedir: eksplant sterilizasyonu, sürgün çoğaltımı, köklendirme ve aklimatizasyon. En başarılı sterilizasyon uygulaması T2 olmuş ve %93 kontaminasyonsuz eksplant elde edilmiştir. Sürgün çoğaltımında Table 2'ye göre 0,05 mg/L TDZ + 1,0 mg/L BAP kombinasyonu ikinci subculture sonunda ortalama 25,7 sürgün üretmiştir. Köklendirmede 0,5 g/L aktif kömür + 1 mg/L NAA; aklimatizasyonda ise husk charcoal, soil, organic manure ve volcanic sand'ın 2:1:1:1 karışımı en güçlü genel performansı göstermiş ve %98 survival sağlamıştır.

Çalışma Ağustos 2024 ile Ekim 2025 arasında yürütülmüştür. Donör bitkiler Endonezya'nın Bandung bölgesindeki Ciwidey'de bulunan Regar Orchids Nursery'den sağlanmıştır. Araştırmada Completely Randomized Design (CRD), factorial CRD, Analysis of Variance (ANOVA) ve Duncan's Multiple Range Test (DMRT) kullanılmıştır. İstatistiksel karşılaştırmalar SPSS version 27 ile ve p = 0,05 düzeyinde yapılmıştır.

Çalışmanın “scalable” veya ölçeklenebilir olarak tanımladığı özellik, bir eksplanttan kısa ardışık kültür aşamalarında yüksek sayıda sürgün üretilebilmesi ve bunların yüksek survival oranıyla ex vitro koşullara aktarılabilmesidir. Bununla birlikte araştırma endüstriyel bir üretim hattının maliyetini, işçilik gereksinimini, yıllık kapasitesini veya ekonomik fizibilitesini test etmemiştir. Bu nedenle sonuç laboratuvar ve sera düzeyinde yüksek çoğaltım kapasitesini destekler; doğrudan ticari tesis performansını kanıtlamaz.

Kaynak ayrıca “healthy, disease-free seedlings” hedefinden söz etmektedir. Ancak deneyde moleküler virüs indeksleme, spesifik bakteriyel pathogen assay veya kapsamlı sağlık sertifikasyonu yapılmamıştır. Ölçülen ana sterilizasyon çıktısı kültürde görülen kontaminasyonun önlenmesidir. Dolayısıyla “contamination-free explant” ile “bütün olası patojenlerden laboratuvar testleriyle arındırılmış bitki” aynı bilimsel iddia değildir.

Alocasia zebrina neden çoğaltılmak isteniyor?

Alocasia zebrina G.W. Johnson & R.Hogg, Araceae familyasına ait, Filipinler kökenli tropikal bir süs bitkisidir. Bitkinin karakteristik özellikleri zebra desenli petiolleri ve büyük, ok biçimli yeşil yapraklarıdır. Kaynak artan süs bitkisi talebinin yanı sıra türün germplasm değeri ve korunması gereksinimini de araştırmanın gerekçeleri arasında göstermektedir.

Kaynak giriş bölümünde bitkinin geleneksel kullanım ve potansiyel medicinal-plant bağlamından da söz etmektedir; ancak mevcut deney bitkinin farmakolojik veya tıbbi etkisini araştırmamaktadır. Bu çalışma yalnız çoğaltım protokolüne odaklanmaktadır.

Neden geleneksel çoğaltma yerine doku kültürü kullanıldı?

A. zebrina geleneksel olarak corm, sucker veya seed üzerinden çoğaltılabilir. Kaynağa göre bu yöntemlerde çoğaltım hızının düşük olması, mevsimsel bağımlılık, taşımada bulky propagules, toprak kaynaklı çürüme ve sistemik hastalık taşıma riski gibi sorunlar bulunmaktadır.

Seed propagation genetik çeşitlilik sağlar; fakat ticari klonal üretimde istenen aynı fenotipin korunmasını garanti etmez ve tohum canlılığının hızla düşebilmesi de bir sınırlılıktır.

In vitro mikroçoğaltım ise steril ve kontrollü ortamda küçük bir başlangıç materyalinden çok sayıda bitki oluşturmayı amaçlar.

Mikroçoğaltım Nedir ve Bu Çalışmada Nasıl Uygulandı?

Mikroçoğaltım, küçük bir bitki eksplantının steril besi ortamında çoğaltılması, sürgünlerinin artırılması, köklendirilmesi ve daha sonra dış ortama alıştırılmasıyla klonal bitkicikler üreten bir doku kültürü sürecidir; bu çalışmada Alocasia zebrina için donör bitkinin hazırlanmasından steril shoot-tip kültürüne, iki subculture çoğaltımına, kök indüksiyonuna ve sera aklimatizasyonuna kadar ardışık bir protokol kurulmuştur.

Mikroçoğaltımın aşamaları

Kaynak mikroçoğaltımı genel olarak beş aşamalı çerçeveyle açıklamaktadır:

• Stage 0: Sağlıklı donör bitkinin hazırlanması.
• Stage I: Steril eksplantın kurulması.
• Stage II: Sürgün çoğaltımı.
• Stage III: Sürgün uzaması ve köklendirme.
• Stage IV: In vitro ortamdan ex vitro ortama geçiş, yani aklimatizasyon.

Eksplant, doku kültürünün başlangıç materyali olarak ana bitkiden alınan küçük doku veya organ parçasıdır. Bu çalışmada shoot-tip/micro shoot-tip eksplantları kullanılmıştır.

Stage 0: Donör bitki nasıl hazırlandı?

Çalışma Ağustos 2024 ile Ekim 2025 arasında yürütülmüştür.

Eksplantların alınacağı A. zebrina donör bitkileri Regar Orchids Nursery, Ciwidey, Bandung, Indonesia'dan elde edilmiştir.

Seçilen bitkiler:

• 2–3 yaşındadır,
• %60 filtrelenmiş güneş ışığı alan gölgeli serada tutulmuştur,
• haftada bir 1 g/L konsantrasyonda 16:16:16 NPK gübresi almıştır,
• difenoconazole fungicide ve deltamethrin insecticide kaynakta önerilen dozlarda uygulanmıştır.

Bu ön bakım, kültüre alınacak başlangıç materyalinin sağlıklı tutulmasını amaçlamaktadır.

MS ortamı nedir?

MS medium, Murashige–Skoog besi ortamıdır ve bitki doku kültüründe mineral besinler ile diğer kültür bileşenlerini sağlayan standart bir temel ortamdır.

Sterilizasyon deneyi sonrasında shoot tips:

• full-strength MS medium,
• %2,5 (w/v) sucrose,
• pH 5,8 ± 0,1,
• 11 g/L agar

içeren initiation medium'a alınmıştır.

w/v, ağırlık/hacim oranıdır. Örneğin %2,5 w/v sucrose, 100 mL son hacimde 2,5 g maddeye karşılık gelen konsantrasyon biçimidir.

Ortam 25 mL'lik porsiyonlar halinde 6 cm çaplı jam bottles içine dağıtılmış ve şeffaf plastikle kapatılmıştır.

Autoclave koşulları:

• 121°C,
• 15 psi,
• 20 dakika.

Kültürlerin inkübasyon koşulları

Bütün in vitro kültürler:

• 16 saatlik photoperiod,
• cool fluorescent lighting,
• 13 μmol m⁻² s⁻¹ ışık şiddeti,
• 24 ± 1°C sıcaklık,
• %70 relative humidity

koşullarında tutulmuştur.

μmol m⁻² s⁻¹ birimi, birim yüzeye birim zamanda ulaşan foton miktarını ifade eden ışık-akısı türü bir ölçümdür.

Sterilizasyon deneyi nasıl tasarlandı?

Üç sterilizasyon protokolü Completely Randomized Design (CRD) ile karşılaştırılmıştır.

CRD, treatmentların deney birimlerine rastgele atandığı temel deney tasarımlarından biridir. Amaç, treatment etkisini deney birimlerinin sistematik yerleşim etkilerinden mümkün olduğunca ayırmaktır.

Kaynak dokuz tekrar belirtmektedir. Her treatment için beş bottle, her bottle içinde dört explant bulunduğu ifade edilmektedir. Kaynak bu ifadelerin toplam deney birimi hesabına nasıl dönüştürüldüğünü ayrıca açıklamamaktadır; bu nedenle toplam explant sayısı Verianla tarafından yeniden hesaplanmamıştır.

Tween 20, yüzeyin sterilizasyon çözeltisiyle daha iyi ıslanmasına yardımcı olan bir surfactant/wetting agent olarak kullanılmıştır.

HgCl₂, mercury(II) chloride veya mercuric chloride olarak bilinen kimyasal sterilanttır. Çalışmanın abstract'ında bu bileşen %0,05 olarak yazılırken Table 1'de T1 ve T2 için %0,1 olarak verilmektedir. Kaynak içindeki bu fark sessizce düzeltilmemelidir.

Sterilizasyonda hangi treatment daha başarılıydı?

Aseptic/clean explant oranları kaynak metninde %55–93 arasında, growth potential ise %82–88 arasında raporlanmıştır.

T1:

• %75 contamination-free explant,
• %85 growth potential

sağlamıştır.

T2 ise %93 clean explant ile en yüksek sterilizasyon başarısını göstermiştir.

Kaynak Figure 1'de barların üzerindeki farklı harfler DMRT karşılaştırmasına göre p = 0,05 düzeyinde anlamlı farklı grupları göstermektedir.

Sürgün çoğaltımında hangi hormonlar kullanıldı?

Sterilizasyon aşamasında başarı sağlayan T2 treatmentından elde edilen aseptic shoot tips daha sonraki çoğaltım deneyinin başlangıç materyali olmuştur.

İki cytokinin kullanılmıştır:

• BAP: 6-benzylaminopurine.
• TDZ: thidiazuron.

Cytokininler bitki doku kültüründe hücre bölünmesi ve sürgün oluşumu üzerinde rol oynayan growth-regulator sınıfıdır.

Kaynağın yöntem metni BAP düzeylerini 0,5 ve 1,0 mg/L olarak yazmaktadır. Ancak deneysel sonuçların verildiği Table 2 yalnız 0,75 ve 1,0 mg/L BAP treatmentlarını göstermektedir. Abstract da 0,75–1 mg/L aralığını kullanmaktadır. Bu nedenle actual Table 2 sonuçları aşağıda 0,75 ve 1,0 mg/L düzeyleriyle aktarılmıştır.

TDZ düzeyleri:

• 0,05 mg/L,
• 0,1 mg/L.

olarak kullanılmıştır.

Eksplantlar ilk olarak sekiz hafta kültüre alınmış, regenerated shoots dört bölüme ayrılmış ve aynı medium üzerinde sekiz hafta daha subculture edilmiştir.

Deney factorial CRD ile dört tekrar halinde yürütülmüş; her tekrarın beş bottle ve bottle başına dört shoot cluster içerdiği belirtilmiştir.

Subculture nedir?

Subculture, doku kültüründe gelişen materyalin belirli bir süre sonra taze besi ortamına aktarılmasıdır. Bu işlem besin ve hormon ortamını yeniler, oluşan sürgünlerin ayrılıp çoğaltılmasına olanak sağlar.

Table 2'ye göre bütün dört ölçütte en yüksek sayısal değerler 1,0 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ treatmentında görülmektedir.

Birinci subculture:

• shoot height = 2,8,
• shoot number = 6,2.

İkinci subculture:

• shoot height = 4,0,
• shoot number = 25,7.

Kaynak metnindeki “2,8 sürgün” farkı

Results metni 1,0 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ treatmentının ilk subculture'da “2,8 axillary shoots” ürettiğini söylemektedir.

Ancak Table 2'de 2,8 değeri shoot height sütunundadır; aynı treatmentın shoot number değeri 6,2'dir.

Bu nedenle Verianla'nın nicel aktarımında Table 2 sütun yapısı esas alınmıştır.

“Sekiz kat artış” ifadesi nasıl değerlendirilmelidir?

Discussion, ikinci subculture'daki 25,7 shoot değerini birinci subculture'a göre “eightfold increase” olarak tanımlamaktadır.

Table 2'de aynı treatment için birinci subculture shoot number 6,2 olduğundan basit oran:

\[ \frac{25.7}{6.2}\approx4.15 \]

olmaktadır.

Bu hesap yeni deney sonucu değildir; yayımlanan iki Table 2 değerinin aritmetik kontrolüdür. Dolayısıyla “sekiz kat” ifadesi Table 2'deki shoot-number değerleriyle doğrudan uyuşmamaktadır. Kaynağın başka bir başlangıç referansını kast edip etmediği açıklanmamıştır.

DMRT Harfleri Nasıl Okunur?

Duncan's Multiple Range Test'te aynı sonuç sütununda farklı harflerle işaretlenen ortalamalar kaynak tarafından p ≤ 0,05 düzeyinde istatistiksel olarak farklı kabul edilmektedir; aynı harfi paylaşan veya “ab”, “bc” gibi ortak harf taşıyan treatmentlar ise o sütunda birbirinden açık biçimde ayrılmamış grupları temsil eder.

Örneğin Table 2 ikinci subculture shoot number sütununda:

• 25,7a,
• 20,8b,
• 18,9c,
• 16,8d

şeklinde dört ayrı harf grubu bulunmaktadır. Kaynak bu dört ortalamanın DMRT p ≤ 0,05 düzeyinde birbirinden farklı olduğunu göstermektedir.

Ancak makalede ANOVA'nın F statistics, degrees of freedom veya exact p-values değerleri yayımlanmamıştır. Table 2–4'te standard deviation veya standard error da verilmemektedir. Bu nedenle yalnız ortalamalar ve DMRT grupları üzerinden yorum yapılabilir.

Köklendirme deneyi nasıl yapıldı?

Çoğaltım aşamasından elde edilen axillary shoots ayrılmış ve farklı aktif kömür (Activated Charcoal; AC) ve NAA kombinasyonlarına aktarılmıştır.

NAA, naphthalene acetic acid adlı sentetik auxin sınıfı plant growth regulator'dır. Auxinler özellikle kök oluşumu ve hücre uzaması süreçlerinde kullanılabilir.

Activated Charcoal (AC), kültür ortamında bazı inhibitory veya phenolic bileşikleri adsorbe edebilen yüksek yüzey alanlı karbon materyalidir.

Test edilen AC düzeyleri:

• 0 g/L,
• 0,5 g/L.

NAA düzeyleri:

• 0 mg/L,
• 0,5 mg/L,
• 1 mg/L.

Deney CRD ile üç tekrar halinde yürütülmüş; her tekrar beş bottle ve her bottle üç shoot içermiştir.

Kök ve plantlet özellikleri sekiz hafta sonunda değerlendirilmiştir.

Genel olarak en güçlü treatment:

0,5 g/L AC + 1 mg/L NAA

olmuştur.

Bu treatment:

• 6,2 cm plant height,
• 0,80 cm diameter,
• 4,2 leaves,
• 6,2 roots

üretmiştir.

Yaprak sayısında ise en yüksek sayı 4,5 ile 0,5 g/L AC + 0,5 mg/L NAA treatmentında görülmektedir. Bu nedenle “0,5 AC + 1 NAA bütün tekil ölçümlerde mutlak maksimumdur” demek doğru değildir; genel köklenme ve büyüme performansı bakımından kaynak onu optimum treatment olarak yorumlamaktadır.

Aktif kömür neden yararlı olmuş olabilir?

Kaynak tartışmasında aktif kömürün inhibitory compounds adsorbe edebilmesi, phenolic oxidation ve browning'i azaltması, bazı fazla hormonları adsorbe edebilmesi ve medium'u karartarak root development'ı desteklemesi gibi literatür temelli açıklamalar sunmaktadır.

Bunlar bu çalışmada ayrı mekanistik deneylerle ölçülmüş değişkenler değildir. Araştırmanın doğrudan bulgusu AC bulunan treatmentların belirli büyüme ve köklenme ölçütlerinde daha iyi sonuçlar göstermesidir.

Aklimatizasyon neden gerekir?

In vitro bitkiler yüksek nemli, kontrollü ve steril ortama adapte oldukları için doğrudan normal sera koşullarına geçirildiğinde transplant shock yaşayabilir.

Aklimatizasyon, in vitro üretilen plantletların daha değişken ex vitro ışık, nem, substrat ve mikrobiyal çevre koşullarına aşamalı olarak alıştırılmasıdır.

Köklendirme aşamasından yaklaşık 5 cm boyunda ve 3–4 yapraklı güçlü plantletlar seçilmiştir.

Bitkicikler:

• blunt tweezers ile çıkarılmış,
• agar kalıntılarını uzaklaştırmak için tap water ile yıkanmış,
• 1 g/L benomyl fungicide içinde bir saat bekletilmiş,
• 50-cell seedling trays içine aktarılmıştır.

Üç potting medium karşılaştırılmıştır:

1. Husk charcoal.
2. Husk charcoal : cocopeat = 2:1 (v/v).
3. Husk charcoal : soil : organic manure : volcanic sand = 2:1:1:1 (v/v/v/v).

v/v, hacim/hacim oranını ifade eder. Örneğin 2:1, iki hacim birinci bileşene karşı bir hacim ikinci bileşen kullanıldığını belirtir.

Trays transparent plastic ile kapatılmış ve sekiz hafta shaded glasshouse içinde tutulmuştur.

Üçüncü medium bütün raporlanan acclimatization ölçütlerinde en yüksek ortalamaları vermiştir.

Table 4 başlığı ilgili çap değişkenini “diameter of bulb” olarak adlandırmaktadır; Results prose ise 1,16 cm değerini “stem diameter” olarak ifade etmektedir. Bu terminoloji farkı kaynakta bulunmaktadır.

Bu Protokol Gerçekten Hastalıksız Bitki Üretildiğini Kanıtlıyor mu?

Çalışma T2 treatmentıyla %93 contamination-free explant ve yüksek kültür başarısı göstermektedir, ancak spesifik virüs, bakteri veya diğer sistemik patojenler için moleküler ya da serolojik indeksleme raporlamadığı için sonuç “kültürde kontaminasyonun büyük ölçüde önlendiği” şeklinde okunmalıdır; bütün olası patojenlerin testlerle dışlandığı kapsamlı bir pathogen-free sertifikasyonu bu çalışmanın doğrudan sonucu değildir.

Aynı ayrım genetik sadakat açısından da geçerlidir. Giriş bölümü micropropagation'ın true-to-type ve genetically stable material üretme avantajını literatürle açıklamaktadır; ancak bu çalışmada RAPD, ISSR, SSR, flow cytometry veya benzeri bir genetic-fidelity assay raporlanmamıştır.

Dolayısıyla morfolojik olarak sağlıklı plantlet üretimi gösterilmiş olsa da genetic fidelity ayrı moleküler doğrulamayla test edilmemiştir.

Ölçeklenebilirlik Bu Çalışmada Ne Anlama Geliyor?

Çalışmadaki ölçeklenebilirlik iddiası, steril başlangıç materyalinden yüksek sayıda axillary shoot üretilebilmesi, ikinci subculture'da en iyi treatmentla ortalama 25,7 shoot elde edilmesi ve sonraki rooting ile acclimatization aşamalarında güçlü plantletlar ile %98'e varan survival sağlanmasına dayanmaktadır; araştırma endüstriyel throughput, otomasyon, birim maliyet, enerji, işçilik veya ticari üretim kapasitesi ölçmediğinden “scalable” ifadesi laboratuvar/sera çoğaltım kapasitesi bağlamında değerlendirilmelidir.

Kaynak conclusion, bir explanttan bir trial cycle içinde 25'ten fazla sağlıklı plantlet üretilebildiğini söylemektedir.

Ancak çalışma:

• ticari tesis kapasitesi,
• plantlet başına maliyet,
• işçilik süresi,
• subculture sayısı arttıkça somaclonal variation,
• uzun dönem field performance,
• farklı genotip veya accessionlarda reproducibility

gibi ölçek büyütmede önemli olabilecek konuları test etmemiştir.

Çalışmanın Yöntemi ve Bulguları

Deney tasarımının toplu görünümü

İstatistiksel analiz

Bütün experimental data:

• SPSS version 27,
• Analysis of Variance (ANOVA),
• Duncan's Multiple Range Test (DMRT),
• 95% confidence level,
• p = 0,05

ile değerlendirilmiştir.

ANOVA, üç veya daha fazla treatment ortalamasının tamamının aynı olduğu varsayımını genel olarak sınamak için kullanılan varyans analizi yaklaşımıdır.

DMRT, ANOVA sonrasında treatment ortalamalarının hangi gruplar halinde birbirinden ayrıldığını inceleyen multiple-comparison yöntemidir.

Kaynak exact ANOVA F-values, degrees of freedom ve exact p-values vermemektedir. Bu nedenle Verianla yalnız yayımlanmış mean values ve DMRT grouping letters üzerinden sonuç aktarmaktadır.

Ana bulguların tek tabloda özeti

Figure 2 biyolojik olarak ne gösteriyor?

Kaynak Figure 2, yöntemin tek bir final bitki fotoğrafından ibaret olmadığını, birbirine bağlı biyolojik aşamalardan oluştuğunu göstermektedir.

Fotoğraf dizisinin kaynak caption'ındaki sıra:

1. A: MS medium'a alınmadan önce micro shoot-tip explant.
2. B: MS initiation medium üzerinde beş haftalık sterile shoot-tip explant.
3. C: 0,75 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ altında ilk subculture'da early shoot proliferation.
4. D: 1 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ altında ikinci subculture sonunda adventitious shoot formation.
5. E: 0,5 g/L AC + 1 mg/L NAA altında rooting/hardening başlangıcı.
6. F: Aynı rooting medium'da shoot elongation.
7. G: Aynı medium'da multiple plantlet root development.
8. H: 2:1:1:1 aklimatizasyon karışımında transplantasyondan sekiz hafta sonra newly emerged leaves.
9. I: Aklimatizasyondan altı ay sonra potting medium'dan çıkarılmış A. zebrina bitkisinin growth performance'ı.

Figure 2'nin fotoğrafları gerçek deney gözlemleri olduğu için yapay olarak yeniden üretilmemiştir. Yukarıdaki inline SVG yalnız süreç ilişkisini şematik olarak öğretmektedir.

Çalışmanın desteklediği sonuçlar

• T2 sterilizasyon protokolü test edilen üç yöntem arasında en yüksek clean-explant oranını vermiştir.
• 1,0 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ kombinasyonu Table 2'de en yüksek ikinci-subculture shoot number değerini vermiştir.
• 0,5 g/L activated charcoal + 1 mg/L NAA güçlü kök ve plantlet gelişimi sağlamıştır.
• 2:1:1:1 husk charcoal, soil, organic manure ve volcanic sand medium'u %98 survival sağlamıştır.
• Potting-medium composition acclimatization performance'ını anlamlı biçimde etkilemiştir.
• BAP ve TDZ kombinasyonları shoot proliferation üzerinde farklı sonuçlar oluşturmuştur.
• AC ve NAA treatmentları rooting ve plantlet morphology üzerinde farklı sonuçlar oluşturmuştur.

Çalışmanın desteklemediği sonuçlar

• Protokolün bütün A. zebrina genotiplerinde aynı sonucu vereceği test edilmemiştir.
• Plantletların moleküler olarak genetic true-to-type olduğu bu çalışmada test edilmemiştir.
• Bütün sistemik patojenlerin ortadan kaldırıldığı moleküler veya serolojik testlerle gösterilmemiştir.
• Ticari tesis düzeyinde ekonomik fizibilite hesaplanmamıştır.
• Plantlet başına maliyet verilmemiştir.
• Uzun dönem saha survival veya reproductive performance karşılaştırması yapılmamıştır.
• Treatmentların çevresel etkisi veya sterilant atık yönetimi analiz edilmemiştir.
• Farklı BAP/TDZ veya AC/NAA aralıkları dışında global optimum aranmış değildir.

Kaynak içindeki önemli raporlama farkları

Çalışmanın güçlü yönleri

Çalışma yalnız bir büyüme düzenleyici kombinasyonunu test etmek yerine mikroçoğaltım zincirinin dört kritik aşamasını aynı araştırma içinde birbirine bağlamaktadır.

Sterilizasyon, cytokinin temelli çoğaltım, auxin/activated-charcoal temelli rooting ve substrate-based acclimatization aşamalarının her biri ayrı deneyle değerlendirilmiştir.

Çalışmanın sonunda yalnız in vitro shoot değil, ex vitro koşula aktarılmış ve altı ay sonrası Figure 2'de gösterilen bitkiler bulunmaktadır.

Temel sınırlılıklar

Tek donör kaynağı/coğrafi materyal: Eksplantlar belirli nursery materyalinden gelmiştir; geniş genetic diversity testi yapılmamıştır.

Genetik sadakat analizi yok: Uzun subculture sürecinin true-to-type durumuna etkisi moleküler olarak doğrulanmamıştır.

Patojen indeksleme yok: Steril kültür başarısı vardır ancak comprehensive pathogen-screening yoktur.

Ekonomik ölçek büyütme yok: “Scalable” yaklaşımın production cost, labour, throughput ve facility requirements hesabı bulunmamaktadır.

İstatistiksel raporlama sınırlı: ANOVA F-statistics, exact p-values, variance estimates ve standard error values yayımlanmamıştır.

Kaynak-içi yöntem farkları: HgCl₂ ve BAP concentrations ile Table 2'nin ilk-subculture anlatımında tutarsızlıklar vardır.

Uzun dönem doğrulama sınırlı: Figure 2 altı aylık plant growth görüntüsü içerir ancak uzun dönem comparative field trial raporlanmamıştır.

Uygulama açısından anlamı

Kaynak bulguları, ornamental-plant nursery veya conservation propagation çalışmalarında A. zebrina için başlangıç noktası olabilecek ayrıntılı bir in vitro workflow sağlamaktadır.

Farklı laboratuvar veya üretim merkezlerinde uygulanmadan önce donor genotype, local water quality, medium raw materials, culture-room conditions, contamination flora ve operational capacity gibi yerel değişkenlerin ayrıca doğrulanması gerekir.

Bu gereklilik kaynak protokolünün başarısız olduğu anlamına gelmez; doku kültürü protokollerinin yeni laboratuvar koşullarına aktarılırken doğrulanması gereken deneysel sistemler olduğunu gösterir.

Kaynak ve Yöntem Notu

Özgün çalışma: The Development of Scalable Micropropagation Protocols for Alocasia zebrina G.W. Johnson & R.Hogg.

Yazarlar: Ahmad Syahrian Siregar, Kurniawan Budiarto, Shofiyatul Mas’udah, Elok Rifqi Firdiana, Dewi Ayu Lestari, Gebby Agnessya Esa Oktavia, Lia Hapsari, Janis Damaiyani.

Yazar sırası: Kaynak PDF'deki sıra eksiksiz korunmuştur.

Eş katkı: Kaynak PDF'de equal-contribution beyanı bulunmamaktadır.

Sorumlu yazar: Kurniawan Budiarto.

Kurum 1: Research Center for Horticulture, National Agency for Research and Innovation, Indonesia.

Kurum 2: Research Center for Applied Botany, National Agency for Research and Innovation, Indonesia.

Kurum 3: Agrotechnology Study Program, Faculty of Agriculture, Universitas Pembangunan Nasional Veteran East Java, Indonesia.

Kurum 4: Directorate of Scientific Collection Management, National Agency for Research and Innovation, Indonesia.

Dergi: HAYATI Journal of Biosciences.

Yayımlayıcı yapı: Department of Biology, Bogor Agricultural University/IPB University ve Indonesian Society for Biology.

Cilt / sayı: Vol. 33 No. 6.

Sayı: November 2026.

Sayfalar: 1575–1581.

DOI: 10.4308/hjb.33.6.1575-1581.

ISSN: 1978-3019.

EISSN: 2086-4094.

Received: May 15, 2026.

Revised: July 25, 2026.

Accepted: September 26, 2026.

Available Online: October 27, 2026.

Kaynak türü: Research Article; deneysel bitki doku kültürü / mikroçoğaltım çalışması.

Hakemlik: HAYATI Journal of Biosciences resmî politikası double-blind peer review sürecini belirtmektedir.

Lisans: Yüklenen PDF'nin ilk sayfasında yalnız “Copyright (c) 2026 @author(s)” ifadesi görünmektedir. Derginin güncel resmî lisans politikası HAYATI makaleleri için CC BY-NC 4.0 belirtmektedir.

Preprint: Kaynakta ayrı preprint sürümü belirtilmemektedir.

Çalışma süresi: August 2024 – October 2025.

Donör materyal: Regar Orchids Nursery, Ciwidey, Bandung, Indonesia; mature A. zebrina, 2–3 yaş.

Donör yetiştirme: %60 filtered sunlight altında shaded greenhouse; haftalık 1 g/L 16:16:16 NPK; difenoconazole ve deltamethrin routine applications.

Sterilizasyon başlangıç materyali: 0,5–1 cm corm ve stereomicroscope altında 1–1,5 mm shoot tip.

T2 pretreatment: 1 g/L streptomycin sulfate + 1 g/L benomyl, 100 rpm shaker, 1 saat.

T2 surface treatment: %70 alcohol 5 dakika; %2,5 sodium hypochlorite + Tween 20 5 dakika; sterile-water rinses; Table 1'e göre %0,1 HgCl₂ 4 dakika; tekrar rinses.

HgCl₂ kaynak farkı: Abstract %0,05; Table 1 %0,1 raporlamaktadır.

Initiation medium: Full-strength MS, plant growth regulator yok, %2,5 w/v sucrose, pH 5,8 ± 0,1, 11 g/L agar.

Autoclave: 121°C, 15 psi, 20 dakika.

Sterilizasyon sonucu: T2, %93 clean explant.

Shoot multiplication: TDZ = 0,05 ve 0,1 mg/L. Table 2 BAP = 0,75 ve 1,0 mg/L raporlamaktadır.

BAP kaynak farkı: Methods prose 0,5 ve 1 mg/L; Abstract ve Table 2 0,75–1 mg/L düzeyleriyle uyumludur.

Subculture: İlk kültür 8 hafta; regenerated shoots dört bölüme ayrıldı; aynı medium'da ikinci 8 haftalık subculture.

En yüksek Table 2 shoot multiplication: 1,0 mg/L BAP + 0,05 mg/L TDZ; 6,2 shoot ilk subculture, 25,7 shoot ikinci subculture.

2,8 değeri kaynak farkı: Results prose bunu ilk subculture axillary-shoot sayısı olarak anlatırken Table 2'de 2,8 shoot-height değeridir.

“Eightfold” farkı: Discussion, 25,7'yi ilk subculture'a göre yaklaşık sekiz kat artış diye tanımlar; Table 2'nin 6,2 → 25,7 shoot values'ı yaklaşık 4,15 kat oran verir.

Rooting medium: AC = 0 veya 0,5 g/L; NAA = 0, 0,5 veya 1 mg/L.

Optimum rooting treatment: 0,5 g/L AC + 1 mg/L NAA.

Optimum rooting çıktıları: 6,2 cm plant height; 0,80 cm diameter; 4,2 leaves; 6,2 roots.

Culture incubation: 16-hour photoperiod; cool fluorescent light; 13 μmol m⁻² s⁻¹; 24 ± 1°C; %70 relative humidity.

Aklimatizasyon başlangıcı: Yaklaşık 5 cm boy ve 3–4 yapraklı well-rooted plantletlar.

Aklimatizasyon pretreatment: Agarın tap water ile uzaklaştırılması ve 1 g/L benomyl içinde 1 saat treatment.

Aklimatizasyon ortamları: Husk charcoal; husk charcoal:cocopeat 2:1; husk charcoal:soil:organic manure:volcanic sand 2:1:1:1.

En iyi acclimatization medium: Husk charcoal:soil:organic manure:volcanic sand = 2:1:1:1.

Aklimatizasyon çıktıları: 6,4 cm plant height; 1,16 cm diameter; 4,9 leaves; %98 survival.

Deney tasarımları: Sterilizasyon CRD 9 replication; multiplication factorial CRD 4 replication; rooting CRD 3 replication; acclimatization CRD 9 replication.

İstatistik: ANOVA, SPSS version 27; DMRT, p = 0,05.

Exact F/p değerleri: Kaynak yayımlamamaktadır.

Standart sapma / standart hata: Table 2–4'te raporlanmamaktadır.

Funding: Kaynak PDF'de ayrı funding statement bulunmamaktadır.

Conflict of Interest: Kaynak PDF'de ayrı conflict-of-interest statement bulunmamaktadır.

Data Availability: Kaynak PDF'de ayrı data-availability statement veya ham veri deposu belirtilmemektedir.

CRediT / Author Contributions: Kaynak PDF'de ayrı CRediT veya author-contribution bölümü bulunmamaktadır.

Etik kurul: Kaynak PDF'de ayrı ethics-approval statement bulunmamaktadır. Çalışma bitki materyali ve in vitro plant tissue culture üzerindedir; insan veya deney hayvanı araştırması değildir.

Genetic fidelity: Bu çalışmada moleküler genetic-fidelity testi raporlanmamaktadır.

Pathogen indexing: Spesifik moleküler/serolojik pathogen-screening raporlanmamaktadır.

Commercial-scale validation: Endüstriyel throughput veya ekonomik fizibilite testi yapılmamıştır.